Jonizacja i Jony Wielokrotnie Naładowane w Spektrometrii Masowej

Szczegóły: Opublikowano: 01. November 2025

Spektrometria mas jest techniką analityczną, która w ciągu ostatniego stulecia uległa dynamicznemu rozwojowi. Począwszy od skonstruowania pierwszego spektrometru przez Josepha Johna Thomsona w 1911 roku do czasów współczesnych przeszła długą drogę doskonalenia, dzięki czemu dziś jest cenioną techniką pozwalającą na identyfikację związków chemicznych oraz precyzyjne określenie składu złożonych struktur.

Do zasadniczego postępu w tym kierunku przyczyniło się powstanie nowych metod łagodnej jonizacji próbek biologicznych, które znalazły zastosowanie w proteomice, metabolomice oraz chemii materiałów i polimerów. Techniki LDI wykorzystujące proces transferu energii zostały wprowadzone w późnych latach 60 ubiegłego wieku jako obiecująca perspektywa badania biocząsteczek umiejscowionych na powierzchni płytki. Istotą tego mechanizmu jest wprowadzenie stałego lub ciekłego analitu w stan gazowy przy użyciu wiązki laserowej, a następnie nadanie obojętnym cząsteczkom wymaganego ładunku.

Wszystkie metody oparte na LDI zalicza się do tzw. metod miękkiej jonizacji, co oznacza, że poddawane badaniu molekuły w głównej mierze przekształcane są w pojedynczo naładowane jony molekularne, a fragmentacji ulegają jedynie w niewielkim stopniu. Techniki LDI są szczególnie atrakcyjne ze względu na dużą czułość oznaczeń (na poziomie femtomolowym), tolerancję na zanieczyszczenia oraz niewielką ilość próbki potrzebną do przeprowadzenia analiz, co w przypadku cennego materiału ogranicza jego straty.

Spektrometria masowa (ang. Mass Spectrometry, MS) to technika analityczna pozwalająca na dokładny pomiar stosunku masy do ładunku elektrycznego jonu, co, przy znanym ładunku jonu pozwala obliczyć masę z dokładnością do pojedynczych atomów.

Heterogeniczny strumień jonów można rozdzielić na składowe, zależnie od stosunku masy do ładunku [math](\nicefrac mz)[/math]. Podstawowym warunkiem zastosowania spektrometrii mas jest posiadanie przez badane cząsteczki ładunku. Cząsteczka musi być jonem! Jeśli próbka zawiera cząsteczki obojętne należy nadać im ładunek poprzez jonizację. W przypadku jonizacji polegającej na protonacji lub deprotonacji masa mierzona w spektrometrze będzie powiększona lub pomniejszona o masę protonu lub protonów przyłączonych lub odłączanych od cząsteczki analizowanej substancji.

Przeczytaj także: Profesjonalna stylizacja włosów w domu

Rozdzielczość jest zdefiniowana jako [math]R = \frac M{\Delta M}[/math], gdzie [math]\Delta M\;[/math] jest określona dla sąsiadujących, rozróżnialnych mas [math]M\;[/math] i [math]M+\Delta M\;[/math]. Rozdzielczość 100 000 umożliwia np. Dokładność wyznaczenia masy cząsteczkowej jest zdefiniowana jako różnica pomiędzy zmierzoną i obliczoną masą dla danego jonu. Monoizotopowe piki uzyskuje się dla cząsteczek, w których występuje jeden izotop pierwiastka. W rzeczywistości cząsteczki jednego związku mogą mieć masy różniące się ze względu na obecność w cząsteczce różnych izotopów np. Dla cząsteczek biologicznych zawierających setki atomów węgla i azotu widmo masowe staje się bardzo skomplikowane. Jego rozkład można przewidzieć teoretycznie.

Jony tworzą się pod wpływem bombardowania substancji elektronami, atomami, jonami. Po przyłożeniu napięcia katoda emituje elektrony o ściśle określonej energii, które zderzając się z cząsteczkami próbki wybijają elektron lub elektrony z ich orbit walencyjnych. Konieczne jest przeprowadzenie badanej substancji w stan pary. Jonizacja odbywa się w próżni. Metoda ta powoduje zwykle fragmentację badanych cząsteczek. Postać wyników: piki jonów molekularnych obserwowane w widmie masowym posiadają zazwyczaj ładunek +1. Najczęściej stosowany zakres analizy to 10-1000 Da - cząsteczki o wyższych masach ulegają łatwo dekompozycji przy stosowaniu jonizacji typu EI.

W wyniku jonizacji wiązką elektronów gazu buforowego (najczęściej jest nim metan) pod ciśnieniem 10-4 mm Hg powstają jony molekularne CH5+, które następnie jonizują cząsteczki analizowanej substancji. Gaz buforowy jest obecny w dużym nadmiarze (~ 100 razy) w stosunku do analizowanej substancji. Jest to stosunkowo delikatny sposób jonizacji, pozwala na zmniejszenie stopnia fragmentacji cząsteczki, produkuje jony MH+. Jony te ulegają w małym stopniu dalszemu rozpadowi, gdyż nie mają one dużego nadmiaru energii wewnętrznej.

Metody jonizacji w spektrometrii masowej

1. MALDI (Laserowa desorpcja/jonizacja wspomagana matrycą)

MALDI (ang. Laserowa desorpcja/jonizacja wspomagana matrycą jest najbardziej znaną i najczęściej stosowaną metodą do badania nielotnych, wielkocząsteczkowych, delikatnych cząsteczek biologicznych. Została ona opracowana pod koniec lat 80 z myślą o śledzeniu zawartości białek, peptydów, węglowodorów i nici DNA. Klasyczna procedura MALDI rozpoczyna się od powlekania analitu roztworem matrycy.

Mieszaninę sporządza się z dużym naddatkiem molowym związku matrycowego (stosunek 1:1000-1:100 000), aby mógł on efektywnie ochronić molekuły przed destruktywnym działaniem promieniowania. Po odparowaniu rozpuszczalnika i współkrystalizacji matrycy i analitu gotową do pomiaru próbkę umieszcza się we wnętrzu spektrometru i poddaje się ją krótkim impulsom lasera [4].

Przeczytaj także: Wszystko o prostownicy z laserową jonizacją

Rys.1. Matryca silnie absorbuje wyemitowane promieniowanie i na skutek powstałej energii termicznej odparowuje z powierzchni razem z analizowaną substancją (desorpcja) [5] . W fazie gazowej dochodzi do dysocjacji matrycy i tworzenia się jonów (głównie H+, Na+, K+), które łączą się z cząsteczkami analitu i matrycy - zachodzi jonizacja. Naładowane cząsteczki są przyspieszane w polu elektrycznym i trafiają do detektora. Rys.2. Do tradycyjnych związków matrycowych używanych w MALDI należą substancje organiczne posiadające wysoki współczynnik absorpcji UV, tj. krystaliczne pochodne kwasu benzoesowego (DHB) i cynamonowego (SA, CHCA) oraz jonowe kwasy i zasady [6]. Doskonałe zdolności pochłaniania promieniowania są wynikiem posiadania przez matryce reszt chromoforowych. W obecności pierścieni aromatycznych większa część energii zostaje przechwycona przez cząsteczki matrycy, a analit jest zabezpieczony przed niepożądanym rozpadem [4].

Najczęściej obserwowanymi jonami na widmach MALDI są pojedynczo naładowane dodatnie ([M+H]+, [M+Na]+, [M+K]+) i ujemne jony molekularne [M-H]- , natomiast jony wielokrotnie naładowane typu [M+nH]n+ i [nM+H]+ są spotykane rzadziej. Promowanie występowania jonów jednokrotnie naładowanych jest związane ze zjawiskiem wzajemnej neutralizacji zachodzącym wewnątrz zdesorbowanej mieszaniny matrycy i analitu. Szybkość zobojętnienia jest tym większa im wyższy jest początkowy ładunek jonu, dlatego też cząsteczki o pojedynczym ładunku są mniej podatne na ten proces i mają większe szanse przetrwania.

Analizowana substancja jest rozpuszczana w lotnym rozpuszczalniku, a następnie mieszana z roztworem matrycy (roztwór cząstek organicznych absorbujących promieniowanie laserowe). Mieszaninę nanosi się na płytkę ze stali nierdzewnej i pozwala odparować rozpuszczalnikowi w strumieniu powietrza. Po wysuszeniu próbkę wprowadza się do komory pomiarowej i usuwa powietrze. Następnie próbkę naświetla się impulsami lasera, co powoduje wzbudzenie matrycy. Skoncentrowany impuls laserowy trwający ok. Technika MALDI jest zaliczana do łagodnych sposobów jonizacji, pokrewnych jonizacji chemicznej. Metoda ta jest stosowana głównie do sekwencjonowania peptydów i określania masy cząsteczkowej białek. Zakres analizy to 500 - 1000000 Da. Najczęściej analizowane są średnio- i wysokocząsteczkowe substancje organiczne, peptydy, białka, polimery, kwasy nukleinowe. Postać wyników: najczęściej jonizacja +1, rzadziej +2, możliwość obserwacji niekowalencyjnych kompleksów.

2. SALDI (Surface Assisted Laser Desorption/Ionization)

W roku 1995 Sunner i Chen rozwinęli badania nad nieorganicznymi matrycami do analiz metodą LDI. Dostrzegli duży potencjał chemicznie obojętnych cząstek grafitu i wykorzystali je do identyfikacji peptydów i białek. Zapoczątkowali tym samym wdrożenie nanomateriałowych powierzchni w miejsce konwencjonalnych, kłopotliwych matryc organicznych. Nanomateriałami określa się regularne struktury złożone z jednostek nie przekraczających 100 nm.

Posiadają one szereg właściwości, które pozwoliły na sprzężenie z LDI:

Przeczytaj także: Pyły zawieszone, filtry i jonizacja w oczyszczaczach powietrza

Wysoki współczynnik absorpcji promieniowania lasera;
Duży stosunek powierzchni do objętości;
Prosta procedura przygotowania próbki;
Homogeniczny rozkład analitu;
Połączenie z analitem w oparciu o fizyczne i chemiczne powinowactwo;
Krystaliczne powierzchnie spełniają taką samą rolę jak matryce w MALDI, ale mechanizmy odpowiadające za desorpcję i jonizację są zgoła inne.

Wzbudzenie powierzchni przebiega na zasadzie wytworzenia pary elektron-dziura (półprzewodniki) lub przez zajście powierzchniowego rezonansu plazmonowego, a efektywność zależy od jej budowy morfologicznej, stopnia porowatości oraz wielkości nanocząstek. Po dokonaniu transferu energii istnieje możliwość połączenia się analitu z protonem (jeżeli taki występuje na powierzchni materiału), po czym zjonizowany analit ulega desorpcji. Za źródło czynników protonowych wzbogacających powierzchnię uważa się zaadsorbowane z powietrza węglowodory.

W przypadku, gdy nanowarstwa nie posiada związanych donorów protonowych cząsteczki substancji badanej uzyskują ładunek po przejściu w fazę gazową w wyniku kolizji z kationami metali. Oprócz czynników termicznych i stanów elektronowych na jakość procesu desorpcji i jonizacji wpływa także obecność rozpuszczalnika. Dowiedziono, że polarne grupy substancji rozpuszczającej stabilizują molekuły analitu poprzez solwatację i dostarczają dodatkowych protonów. Cząsteczki wody pomagają neutralnym analitom przejść w formę jonową, zwłaszcza gdy proces przebiega na monokrystalicznej warstwie w niskiej temperaturze, natomiast dodatek ciekłego glicerolu poprawia czułość detekcji i zapobiega nadmiernej fragmentacji.

3. DIOS (Desorption/Ionization on Silicon)

Technika ta jest jedną z najczęściej stosowanych metod w identyfikacji peptydów, węglowodorów, kwasów i soli organicznych, związków metaloorganicznych. Stała się także ważnym narzędziem w wykrywaniu nielegalnych narkotyków, np. Porowate płytki krzemowe uzyskuje się na drodze elektrochemicznego wytrawiania krystalicznego krzemu w alkoholowym roztworze kwasu fluorowodorowego. Dostosowanie kształtu, wielkości i głębokości porów jest istotnym zadaniem, gdyż wpływa na przebieg procesu. Optymalne wyniki uzyskuje się przy średnicy porów 50-100 nm i głębokości 400-700 nm.

Powstające w wyniku wytrawiania reszty Si-H czynią warstwę silnie hydrofobową i są dobrym źródłem protonów potrzebnych do jonizacji. Niekiedy powłokę poddaje się aktywacji poprzez zastąpienie grup silanowych resztami silanolowymi (Si-OH), które wspomagają jonizację. Porowaty krzem posiada dużą powierzchnię aktywną do łączenia się z analitem i nie generuje sygnałów pochodzących od tła, co stwarza doskonałe warunki do analizy niskocząsteczkowych związków. Główną wadą metody jest trwałość materiału. Ugrupowanie znajdujące się na powierzchni są podatne na utlenianie i wrażliwe na zanieczyszczenia, dlatego ich przydatność jest ograniczona do 1 roku od momentu wyprodukowania.

Inne metody jonizacji

Pierwszym etapem jest jonizacja próbki w stanie ciekłym pod ciśnieniem atmosferycznym w silnym polu elektrycznym (napięcia rzędu 2000-5000 V). Na powierzchni cieczy opuszczającej kapilarę akumulują się ładunki. Kolejnym etapem jest odparowanie rozpuszczalnika. Najczęściej analizowane próbki: średnio- i wysokocząsteczkowe substancje organiczne, peptydy, białka, polimery, kwasy nukleinowe w postaci ciekłej o zakresie mas 50 - 80000 Da. Metodę jonizacji ESI stosuje się w biochemii, biotechnologii, farmakologii, neurochemii, medycynie sądowej, oraz w detekcji w chromatografii cieczowej.

Metoda FAB jest stosowana w przypadku jonów zawartych w nielotnych rozpuszczalnikach, takich jak gliceryna, alkohol m-nitrobenzymowy. Wiązka szybkich atomów (argonu, ksenonu) uzyskiwana jest z wykorzystaniem jonów (np. cezu). Przyspieszane jony trafiają do komory zderzeniowej, gdzie przekazują atomom pęd. Obojętne atomy uderzają w roztwór analizowanej substancji wyrzucając z roztworu jony i cząsteczki obojętne. Wyrzucane jony są kierowane do analizatora.

Obrazowanie tkanek zwierzęcych przy pomocy spektrometrii mas MSI

MSI (ang. Imaging Mass Spectrometry). Istotą obrazowania jest wizualizacja rozkładu przestrzennego związków pochodzenia biologicznego i syntetycznego w badanym materiale biologicznym. Zestaw danych otrzymany metodą MSI jest wynikiem powiązanych ze sobą składowych, wśród których wyróżniamy: położenie punktu na powierzchni (x,y), stosunek masy do ładunku (m/z) oraz intensywność (I). Zasadniczo w tej technice można wyróżnić dwa etapy: mapowanie i tworzenie obrazu. Pierwszy z nich polega na zebraniu informacji dotyczących rozmieszczenia analitu w poszczególnych fragmentach materiału badanego.

Energia pochodząca z lasera powoduje przejście cząsteczek biologicznych w stan gazowy, gdzie ulegają jonizacji i rozdzielane są zgodnie z ich stosunkiem m/z w spektrometrze masowym. Do separacji zjonizowanych cząstek najczęściej stosuje się analizator czasu przelotu ToF (ang. W wyniku stopniowego przemieszczania się lasera po tkance zbierane są widma masowe - uzyskuje się tysiące punktów pomiarowych w postaci plam, które zawierają sygnały analizowanych związków o różnej intensywności.

Niezwykle atrakcyjnym aspektem obrazowania jest jego efektywność. Już podczas jednego eksperymentu jesteśmy w stanie uzyskać szczegółowe, rzetelne informacje na temat lokalizacji cząsteczek, istniejących modyfikacji potranslacyjnych, a także ustalić skład ilościowy danego związku. Doskonała czułość pozwala na wykrywanie substancji na poziomie femtomolowym (10-15 mola), a więc potwierdza nawet śladową obecność cząsteczek. W porównaniu z innymi metodami obrazowania, MSI nie wymaga uprzednich kroków związanych ze żmudnym oczyszczaniem i separacją.

Metoda MSI stała się potężnym narzędziem wykorzystywanym w analizie złożonych układów biologicznych takich jak pojedyncze komórki czy tkanki w środowisku in vivo, in vitro i in situ. Obrazowanie w obrębie tych struktur pozwala na identyfikację związków o różnym pochodzeniu tj. leków, metabolitów, węglowodanów, białek, peptydów, lipidów a także polimerów, co jest osiągalne poprzez możliwość analizy w szerokim zakresie mas rozpoczynając od atomów i substancji niskocząsteczkowych po duże makromolekuły.

Metody LDI sprzężone ze spektrometrią mas z powodzeniem znajdują zastosowanie w badaniu budowy i występowania syntetycznych związków chemicznych i molekuł wchodzących w skład złożonych układów biologicznych tj. tkanki, krew, osocze, mocz.

Analizatory w spektrometrii masowej

Powstałe jony są wprowadzane do analizatora, gdzie pod wpływem impulsu elektrycznego ulegają przyspieszeniu i zaczynają przemieszczać się w kierunku detektora jonów połączonego z urządzeniem rejestrującym czas od impulsu przyspieszającego do momentu uderzenia określonego jonu w detektor. Czas przelotu jest przeliczany na stosunek [math]\nicefrac mz[/math]. Rozdzielczość analizatora początkowo wynosiła < 1000. Obecnie stosuje się analizatory ze zwierciadłem elektrostatycznym, które zwiększa rozdzielczość aparatu do kilkudziesięciu tysięcy, ale zmniejsza zakres dopuszczalnych mas cząsteczkowych.

Podstawowy układ składa się z dwóch spektrometrów masowych. Za pomocą pierwszego spektrometru selekcjonuje się wybrany jon (najczęściej jon molekularny) na podstawie stosunku [math]\nicefrac mz[/math]. Jon ten (macierzysty, parent ion) poddawany jest zderzeniom np. z wprowadzonym gazem obojętnym. Na skutek zderzeń jon macierzysty rozpada się na jony fragmentacyjne (daughter ions), które można analizować za pomocą drugiego spektrometru.

Sektor magnetyczny umożliwia pomiary zmiany toru lotu jonów w polu magnetycznym. Stopień zakrzywienia toru zależy od stosunku masy do ładunku ([math]\nicefrac mz[/math]), prędkości jonu i od parametrów pola magnetycznego. Sektor magnetyczny charakteryzuje się niską rozdzielczością (< 5000) związaną z dużymi różnicami prędkości cząsteczek wpadających do urządzenia.

Sektor elektryczny jest zbudowany z dwóch równoległych, zakrzywionych płyt do których przyłożono potencjał elektryczny umożliwiający przyspieszanie jonów. Jony o jednakowej prędkości mają jednakowe tory lotu w sektorze elektrycznym.

Kwadrupol - zbudowany z czterech symetrycznie ułożonych równoległych prętów. Działa jako filtr masy - w jednym momencie przepuszcza tylko jony o określonym stosunku masy do ładunku ([math]\nicefrac mz[/math]). Dzieje się to dzięki przykładaniu do prętów prądu zmiennego o określonej częstotliwości i napięciu oraz napięcia stałego. Kwadrupol można ustawić tak, aby przepuszczał jony o szerokim lub wąskim zakresie [math]\nicefrac mz[/math].

Pułapka jonowa (Ion trap - IT) jest analizatorem pozwalającym na przetrzymywanie jonów. Działa na zasadzie podobnej do kwadrupola. Manipulując parametrami prądu przyłączonego do elektrod można uwięzić w pułapce jony o określonym stosunku masy do ładunku ([math]\nicefrac mz[/math]) lub jony o szerokim zakresie [math]\nicefrac mz[/math]. Pomiaru masy dokonuje się przez uwięzienie w pułapce jonów o szerokim zakresie [math]\nicefrac mz[/math] i wyrzucanie z pułapki kolejnych grup jonów o określonym [math]\nicefrac mz[/math].

Analizator cyklotronowego rezonansu jonów (Ion Cyclotron Resonance ICR) W tym typie analizotora jony są pułapkowane w cyklotronie, gdzie wpadają w ruch kołowy. Widmo [math]\nicefrac mz[/math] jest tworzone przez działanie na jony polem elektromagnetycznym o zmieniającej się częstotliwości i rejestrację zmian natężenia prądu w płytach detektorowych lub zmiany absorpcji fali elektromagnetycznej. W analizatorze panuje bardzo wysoka próżnia - ciśnienie nie większe niż 10-4 Pa, zwykle 10-6 Pa lub mniejsze.

Analizator cyklotronowego rezonansu jonów z fourierowską transformacją wyników (Fourier Transform Ion Cyclotron Resonance FT-ICR) działa podobnie jak analizator cyklotronowego rezonansu jonowego. W analizatorze FT-ICR zastosowano bardziej wydajną metodę zbierania danych niż w ICR. Przy pomocy złożonej fali elektromagnetycznej wzbudzane są jednocześnie wszystkie jony. Na płytach detektora rejestrowany jest sygnał zawierający wiele częstotliwości charakterystycznych dla jonów o różnym [math]\nicefrac mz[/math], który nastepnie jest przekształcany w widmo [math]\nicefrac mz[/math] przy pomocy transformacji Fouriera. Analizatory FT-ICR są znacznie szybsze niż analizatory ICR, inne parametry (rozdzielczość, czułość itp.) są podobne.

Detektory w spektrometrii masowej

Zadaniem detektorów jest rejestracja jonów przechodzących przez analizator.

Puszka Faradaya to metalowa, cylindryczna komora z otworem przez który wlatują jony. Gdy jony docierają do dna puszki oddają jej swój ładunek, co powoduje przepływ niewielkiego prądu podlegającego rejestracji.

Powielacz elektronowy jest to detektor zbudowany z serii płytek, do których przyłączono wysokie napięcie. Jony po uderzeniu w pierwszą płytkę (dynodę konwersyjną), powodują emisję elektronów, które z kolei uderzają w następną płytkę (dynodę) powodując wybicie większej liczby elektronów. W ten sposób sygnał jest kaskadowo wzmacniany i trafia ostatecznie na anodę powodując przepływ rejestrowanego prądu. W nowszych konstrukcjach powielaczy elektronowych serię dynod zastępuje się zakrzywioną zwężającą się rurą (powielacz elektronowy o dynodzie ciągłej). Elektrony uderzają wielokrotnie w ściany rury powodując emisję kolejnych elektronów.

Detektor mikrokanalikowy zbudowany jest z płytki z niewielkimi (4-25 μm), zakrzywionymi otworami. Powierzchnia otworów pokryta jest półprzewodnikiem mającym zdolność emisji elektronów. Na stronie wejściowej płytki utrzymywany jest potencjał ujemny (napięcie rzędu 1 kV) w stosunku do strony wyjściowej. Jony wpadają do kanalików i zderzają się ze ścianami otworów powodując kaskadową emisję elektronów, podobnie jak w powielaczu elektronowym. Za każdym z kanalików znajduje się metalowa anoda zbierająca elektrony.

Detektor fotopowielaczowy - składająca się z dwóch dynod konwersyjnych (jedna dla jonów dodatnich druga dla jonów ujemnych), ekranu fluorescencyjnego i fotopowielacza. Jony wpadające do detektora uderzają w dynodę konwersyjną powodując emisję elektronów. Elektrony są kierowane na ekran fluorescencyjny przy pomocy pola elektrycznego. Po uderzeniu elektronu w ekran emitowane są fotony, które trafiają do fotopowielacza.

Zastosowanie spektrometrii masowej w badaniach białek

Etapem milowym w zastosowaniu spektrometrii mas w badaniach struktury i funkcji białek było wynalezienie metod łagodnej jonizacji. Przy wysokiej dokładności pomiarów wymaga niewielkich ilości i objętości próbki białka. Umożliwia detekcję z dokładnością do pojedynczych aminokwasów (mutageneza, modyfikacje posttranslacyjne, np. Jak każda metoda doświadczalna ma ona pewne ograniczenia i wady. Aby uzyskać wiarygodne wyniki próbka musi być idealnie czysta. Z tym wymaganiem łączą się trudności z selektywną analizą mieszanin. W przypadku dużych białek widma są skomplikowane i trudne do interpretacji.

Dynamika fałdowania białek - pomiędzy białkami a otoczeniem zachodzi stała wymiana wodorów amidowych. Jej szybkość zależy od struktury białka. Jeśli białko umieścimy w D2O zaobserwujemy wymianę protonu na deuter. W przypadku białka rozwiniętego wymiana wodorów na deuter zachodzi z podobną szybkością dla wszystkich aminokwasów. zaangażowanie wodoru amidowego w tworzenie struktur globalnych (np.

W metodzie ESI białka zjonizowane w stanie natywnym posiadają węższy rozkład stanów i mniejszy ładunek niż białka zjonizowane w stanie zdenaturowanym.

Synteza peptydów, projektowanie antybiotyków, nietypowych ligandów polega na stopniowym blokowaniu, odblokowywaniu i aktywacji gryp aminowych i karboksylowych w białkach. W trakcie syntezy mogą pojawiać się następujące problemy: delecja peptydów, niekompletne zablokowanie, utlenianie metioniny, trifluoroacetylacja seryny. Zmiany mas z tym związane są widoczne w widmach MS.

W obecności 5 mM Mg2+ zarejestrowano rybosomy 70S. Zamrożona tkanka jest cięta na cienkie plastry i umieszczana na metalowej płytce pokrytej materiałem absorbującym UV. Następnie oświetlana jest punktowo (przemiatana) laserem. Na skutek absorpcji energii wybijane są cząsteczki budujące tkankę. W kolejności wybicia cząsteczki analizowane są metodami spektroskopii masowej.

tags: #jonizacja #jony #wielokrotnie #naładowane #definicja